图1.内含子上的RNA剪接位点[1]
目前大部分的研究主要集中于U2型剪接体（以下简称为剪接体）相关的主要剪接过程，也是我们介绍的重点。
RNA剪接的过程其实也是剪接体的组装、重排及发挥催化活性的过程。剪接体组装的基石是5种富含尿嘧啶的小核核糖核酸-蛋白质复合物（U1，U2，U4/ U6和U5 snRNP），它们的核心分别由各自的小核RNA(snRNA)以及结合在其保守Sm序列上的不同Sm蛋白或Sm样蛋白。snRNP的正确组装是RNA剪接复合体形成的必要前提。除了U6 snRNA是由RNA聚合酶Ⅲ（RNA polymerase III）转录而成，其他snRNA都是由RNA聚合酶Ⅱ（RNA polymerase II）转录生成。U6 snRNA会在细胞核内与其他蛋白质组合成U6 snRNP，而其他snRNA则会先被运输到细胞质中，在细胞质中与其他蛋白质组成snRNPs，之后这些在细胞质中组成的snRNP会以次单位的型态进入细胞核内，进而在核内完成RNA剪接[2]。
RNA剪接的第一步是U1 snRNP识别5'ss，通过碱基互补配对的方式结合，同时，U2AF65结合到多嘧啶区，与分支位点结合蛋白 （SF1）相互作用，协助其结合到分支位点上。此外，U2AF35结合3'ss，这一过程形成E复合体。随后，U2 snRNP在U2AF的协助下通过碱基互补配对的方式替换SF1与分支位点结合形成A复合体，大量的剪接因子在这一过程中发挥重要作用。A复合体形成稳定后，三联snRNP颗粒（U4、U6、U5）加入使A复合体发生重排，从而把3个剪接位点拉到一起。其中U4和U6 snRNP通过其RNA组分的互补配对相结合，而U5 snRNP通过蛋白质相互作用松散结合，这时形成B复合体。随后通过一系列的构象转变，U1 snRNP离开，U6 snRNP结合到5'ss，同时，U4 snRNP离开以便U6 snRNP与U2 snRNP通过snRNA配对，通过该重排过程后形成的是具有催化活性的B复合体，之后进行的是两次转酯反应。第一次转酯反应是将5'ss和BP连接，切开RNA链形成套索，这一过程形成C复合体。第二次转酯反应为第一步切下的外显子攻击3'ss，外显子相互连接形成mRNA被释放的同时内含子以套索结构被释放并迅速降解。整个剪接过程中的snRNP被释放后会再次参与剪接体的组装、重排与催化。
图2 RNA剪接过程[3]
RNA剪接是个高度受控的过程，除了剪接位点和剪接体还有很多元件参与了剪接调控，称为 剪接调控元件（SRE）。一条pre-mRNA上有多个外显子和内含子，剪接位点的选择通过顺式剪接调控元件和反式调控剪接因子共同调控的。根据顺式作用元件的相对位置和活动，可分为外显子剪接增强子（ESE），内含子剪接增强子（ISE），外显子剪接沉默子（ESS）或内含子剪接沉默子（ISS）。这些顺式作用元件招募剪接因子，以促进或抑制附近剪接位点的识别。反式作用元件主要包括两大家族，SR蛋白家族和hnRNPs，同时也有别的剪接因子，如ESRP1/2、MBNL1/2/3等，它们可以结合至pre-mRNA上，调控剪接体的组装和剪接位点的识别。
图3 RNA剪接的调控元件[2]
此外，还有一种剪接调控作用是 共转录。剪接体snRNPs在转录过程中被募集到活跃的基因中，使得转录和剪接过程同时发生。目前研究发现，RNA聚合酶Ⅱ的转录速率与剪接模式密切相关，RNA聚合酶Ⅱ的“慢”型突变或者染色质修饰影响了转录速率，较慢的转录速率可使剪接体充分识别剪接位点，而较快的转录速度可能导致剪接体对于剪接位点的识别和催化不够充分，从而发生外显子跳跃或者内含子包含等可变剪接事件[4]。
RNA剪接包含两类剪接事件。第一类称为 组成型剪接（constitutive splicing），是RNA剪接的一种基本方式。剪接体有效的识别剪接位点，将内含子完全从mRNA前体中去除，然后规范地将外显子连接成成熟的mRNA，这种情况下拼接改变是有限的，每个转录单位只产生一种成熟的mRNA。第二类称为 可变剪接也就是选择性剪接（alternative splicing），即5'ss和3'ss至少存在另一个5'ss或3'ss与其竞争，一个pre-mRNA可形成多种成熟的mRNA。人类的平均基因包含八个外显子和七个内含子，产生平均三个或更多个选择性剪接的mRNA转录本。研究已证实，可变剪接与疾病密切相关，在肿瘤的发生发展中也有重要的作用即临床的应用价值。
图4 剪接位点竞争发生可变剪接[5]
以上是RNA剪接的主要过程和相关的概念，今后会进一步介绍可变剪接与肿瘤的相关性及主要研究内容。
【参考文献】
1.李旖旎, 罗晓琦, and 黄茉莉. U_(12)型内含子研究. 黑龙江科学. 2019;10(16): p. 28-29.
2.Matera AG and Wang Z. A day in the life of the spliceosome. Nat Rev Mol Cell Biol. 2014;15(2): p. 108-121.
3.Will CL and Luhrmann R. Spliceosome structure and function. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2011;3(7).
4.Shiran Naftelberg 1, Ignacio E Schor, Gil Ast.Regulation of alternative splicing through coupling with tranion and chromatin structure. Annu Rev Biochem. 2015;84:165–198.
5.Fu XD and Ares M, Jr. Context-dependent control of alternative splicing by RNA-binding proteins. Nat Rev Genet. 2014;15(10): p. 689-701.
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